MODUL PETUNJUK PRAKTIKUM FISIOLOGI HEWAN AIR UNIVERSITAS PADJADJARAN
PETUNJUK PRAKTIKUM
FISIOLOGI HEWAN AIR
Disusun Oleh :
WALIM LILI
IKE RUSTIKAWATI
IBNU DWI BUWONO
TITIN HERAWATI
KIKI HAETAMI
PROGRAM STUDI PERIKANAN
FAKULTAS PERIKANAN DAN ILMU KELAUTAN
UNIVERSITAS PADJADJARAN
FEBRUARI 2013
KATA PENGANTAR
Puji syukur kami panjatkan ke Hadirat Allah SWT, atas limpahan rakhmat dan karunia Nya, maka Modul Petunjuk Praktikum FISIOLOGI HEWAN AIR ini dapat diselesaikan tepat pada waktunya.
Tujuan penyusunan Modul Petunjuk Praktikum ini untuk melengkapi bahan pengajaran terutama kegiatan praktikum di laboratorium, sehingga akan memudahkan dan memperlancar kegiatan praktikum bagi para Mahasiswa yang mengikutinya. Kami menyadari bahwa tujuan ini tidak dapat dipenuhi sekaligus, melainkan harus bertahap. Oleh karena itu penyususan Modul ini masih jauh dari sempurna, sehingga perbaikan dan perubahan materi secara konsisten dan bertahap serta berkesinambungan akan selalu dilaksanakan sejalan dengan GBPP dan SAP yang disesuaikan dengan perkembangan kemajuan ilmu pengetahuan & teknologi.
Besar harapan kami, Modul petunjuk praktikum ini dapat dipergunakan sebagaimana mestinya sehingga dapat memperlancar tugas praktikum para mahasiswa. Kami akan sangat menghargai adanya saran dan kritik perbaikan untuk penyempurnaan buku ini.
Bandung, Februari 2013
Penyusun
DAFTAR ISI
Halaman
LEMBAR PENGESAHAN ………………………………………………. i
KATA PENGANTAR………………………………………………………. ii
RENCANA KEGIATAN PROSES PEMBELAJARAN SEMESTER MK iii
DAFTAR ISI ………………………………………………………………... iv
PENDAHULUAN ………………………………………………………….. 1
TATA TERTIB PRAKTIKUM …………………………………………….. 2
Praktikum 1 : Pengaruh Perubahan Suhu Panas Media Air Terhadap Membuka
dan Menutup Operculum Ikan Mas……………………….. 3
Praktikum 2 : Pengaruh Perubahan Suhu Dingin Media Air Terhadap Membuka
dan Menutup Operculum Ikan Mas………………………. 6
Praktikum 3 : Penghitungan Nilai Hematokrit Pada Ikan Mas ………. 9
Praktikum 4 : Penghitungan Nilai Hematokrit Pada Ikan Lele ……… 12
Praktikum 5 : Pengaruh Nikotin & Alkohol Pada Laju Alir Darah Benih
Ikan Mas …………………………………………………… 15
Praktikum 6 : Konsumsi Oksigen Pada ikan Mas ……………………….. 18
Praktikum 7 : Konsumsi Oksigen Pada Ikan Lele ………………………. 20
Praktikum 8 : Penghitungan Sel Darah Merah & Sel Darah Putih
Pada ikan Mas ……………………………………………. ... 23
Praktikum 9 : Penghitungan Sel darah Merah & Sel darah Putih
Pada Ikan Lele ……………………………………………. 26
PENDAHULUAN
Fisiologi Hewan Air merupakan salah satu ilmu dasar yang penting untuk menjelaskan fungsi faal tubuh ikan dan hewan akuatik lain pada umumnya. Untuk meningkatkan pengertian ilmu ini, perlu dipelajari terlebih dahulu Biologi, Biokimia dan Ikhtiologi. Ilmu ini berperan sebagai persiapan untuk mengikuti mata kuliah lain, seperti Nutrisi ikan dan Teknologi Produksi Benih Ikan.
Mata kuliah ini merupakan mata kuliah wajib bagi Mahasiswa di Fakultas Perikanan dan Ilmu Kelautan agar bisa memperoleh pemahaman yang lebih komprehensif tentang fisiologi hewan air yang dapat diterapkan baik di laboratorium maupun di lapangan.
Pelaksanaan praktikum di laboratorium dimaksudkan agar para Mahasiswa lebih memahami secara faktual proses kerja faal tubuh ikan dan hewan akuatik lainnya yang akan dibandingkan dan dibahas dengan teori yang telah dipelajari sebelumnya.
Materi praktikum disesuaikan dengan Satuan Acara Perkuliahan (SAP) dan GBPP dan akan selalu dilakukan perubahan dari waktu ke waktu disesuaikan dengan perkembangan ilmu pengetahuan serta peralatan laboratorium yang tersedia.
TATA TERTIB PRAKTIKUM
Datang tepat pada waktu yang telah ditetapkan, agar dapat mengikuti petunjuk dari dosen atau asisten pada setiap praktikum akan dimulai.
Selama kegiatan praktikum berlangsung, setiap praktikan diwajibkan menggunakan Jas Laboratorium. Tas, Jaket dan Topi harus disimpan pada tempat yang telah ditentukan.
Selama kegiatan praktikum berlangsung, dilarang mengerjakan pekerjaan lain yang tidak ada hubungannya dengan kegiatan praktikum.
Harap diperhatikan bagaimana menggunakan peralatan yang akan digunakan. Apabila merasa belum cukup jelas, disarankan untuk menanyakan lebih lanjut kepada dosen / asisten.
Bila terjadi kerusakan peralatan (rusak/pecah) yang diakibatkan oleh kesalahan dan kecerobohan, praktikan wajib mengganti saling lambat seminggu sebelum UAS berlangsung
Setelah selesai melaksanakan kegiatan praktikum, semua peralatan yang digunakan diserahkan kembali dalam keadaan bersih kepada laboran yang bertugas.
Ruang Laboratorium harus dalam keadaan bersih setelah praktikum selesai dengan menunjuk kelompok yang bertugas (diatur secara bergilir) untuk membersihkan ruangan dan memeriksa jendela, kran air, dan listrik.
Kegiatan praktikum dianggap selesai apabila telah mengumpulkan laporan seminggu setelah pelaksanaan praktikum (atau ditentukan kemudian waktunya dan apakah dibuat perorangan atau kelompok) diserahkan kepada asisten yang ditunjuk.
Laporan dibuat perorangan / kelompok dengan format sebagai berikut :
Judul
Pendahuluan berisi latar belakang, tujuan dan landasan teori
Bahan dan alat yang digunakan
Cara kerja
Hasil Pengamatan & Pembahasan
Kesimpulan
Daftar Pustaka
Jatinangor, Februari 2013
Laboratorium Fisiologi Hewan Air
Program Studi Perikanan
Fakultas Perikanan dan Ilmu Kelautan
Universitas Padjadjaran
PRAKTIKUM 1
PENGARUH PERUBAHAN SUHU PANAS MEDIA AIR
TERHADAP MEMBUKA & MENUTUP OPERCULUM BENIH IKAN MAS
I. PENDAHULUAN
Ikan merupakan hewan yang bersifat poikilotermik, suhu tubuhnya mengikuti suhu lingkungan. Bagi hewan akuatik, suhu media air merupakan faktor pembatas , oleh karena itu perubahan suhu media air akan mempengaruhi kandungan Oksigen terlarut, yang akan berakibat pada laju pernafasan dan laju metabolisme hewan akuatik tersebut
Tujuan dari praktikum ini adalah untuk mengetahui perubahan suhu panas media air terhadap membuka & menutup operculum benih ikan mas yang secara tidak langsung ingin mengetahui laju pernafasan ikan tersebut.
II. ALAT & BAHAN
Dalam pelaksanaan praktikumini digunakan alat-alat dan bahan sebagai berikut :
2.1. Alat :
Beaker glass sebagai ikan untuk ikan yang akan diamati
Wadah plastic sebagi tempat ikan sebelum dan setelah diamati
Water bath sebagai penangas air
Termometer Hg / alcohol untuk mengukur suhu air
Hand counter untuk menghitung bukaan operculum
Timer / stopwatch untuk mengamati waktu
2.2. Bahan :
Benih ikan mas sebanyak 10 ekor
Stok air panas untuk mengubah suhu air sesuai perlakuan
III. CARA KERJA
Dalam percobaan ini langkah-langkah yang harus diperhatikan antara lain :
1. Siapkan sebuah beaker glass 1000 ml sebagai wadah perlakuan dan dua wadah plastik sebagai tempat ikan yang belum dan yang sudah diamati
2. Ambil sebanyak 10 ekor benih ikan mas dari akuarium stok, lalu masukkan ke dalam salah satu wadah plastic yang telah diberi media air.
3. Isi beaker glass dengan air secukupnya ( ± ½ volumenya ), lalu ukur suhunya dengan thermometer dan catat hasilnya.
4. Pengamatan akan dilakukan dengan tiga perlakuan yaitu :
a. T1 = untuk suhu kamar ( …. ± 0,5 ºC)
b. T2 = untuk suhu 3 ºC di atas suhu kamar
c. T3 = untuk suhu 6 ºC di atas suhu kamar
5. Masukkan satu persatu ikan uji ke dalam beaker glass yang sudah diketahui suhunya (perlakuan a) kemudian hitung banyaknya membuka & menutup operculum ikan tersebut selama satu menit dengan menggunakan hand counter dan stop watch sebagai penunjuk waktu dan diulang sebanyak tiga kali untuk masing –masing ikan. Data yang diperoleh dicatat pada kertas lembar kerja yang telah tersedia.
6. Setelah selesai dengan ikan uji pertama dilanjutkan dengan ikan uji berikutnya sampai ke sepuluh ikan tersebut teramati. Ikan yang telah diamati dimasukkan ke dalam wadah plastik lain yang telah disediakan
7. Setelah selesai dengan perlakuan a, dilanjutkan dengan perlakuan b dengan mengatur suhu air pada beaker glass agar sesuai dengan suhu yang diinginkan dengan cara menambah air panas dari water bath sedikit demi sedikit. Usahakan pada saat pengamatan berlangsung suhu air turun pada kisaran toleransi ± 0,5 ºC. Pengamatan selanjutnya sama seperti pada point 5.
8. Setelah selesai dengan perlakuan b, dilanjutkan dengan perlakuan c dengan mengatur suhu air pada beaker glass agar sesuai dengan suhu yang diinginkan dengan cara menambah air panas dari water bath sedikit demi sedikit. Usahakan pada saat pengamatan berlangsung suhu air turun pada kisaran toleransi ± 0,5 ºC. Pengamatan selanjutnya sama seperti pada point 5.
9. Data hasil pengamatan ditabulasi seperti tabel di bawah ini :
IV. HASIL DAN PEMBAHASAN :
4.1. Hasil Pengamatan
Tabel 1. : Banyaknya bukaan operculum benih ikan mas Pada suhu Kamar
Ikan ke :
Ulangan
Rata-rata
I
II
III
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Tabel 2. : Banyaknya bukaan operculum benih ikan mas Pada suhu 3 º C di atas
Suhu Kamar
Ikan ke :
Ulangan
Rata-rata
I
II
III
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Tabel 3. : Banyaknya bukaan operculum benih ikan mas Pada suhu 6 º C di atas
Suhu Kamar
Ikan ke :
Ulangan
Rata-rata
I
II
III
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
4.2. Pembahasan :
diharapkan mahasiswa setelah melakukan percobaan ini, bisa membahas hasil yang diperoleh membandingkannya dengan landasan teori yang telah diberikan sebelumnya. Bagaimanapun hasilnya (nilai angka yang diperoleh) merupakan nilai angka yang valid, asalkan mengikuti kaidah-kaidah yang telah ditentukan.
V. KESIMPULAN
Berikan kesimpulan dari hasil pengamatan yang didapat
VI. DAFTAR PUSTAKA
Tuliskan refernsi yang menunjang kegiatan praktikum ini
PRAKTIKUM 2
PENGARUH PERUBAHAN SUHU DINGIN MEDIA AIR
TERHADAP MEMBUKA & MENUTUP OPERCULUM BENIH IKAN MAS
I. PENDAHULUAN
Ikan merupakan hewan yang bersifat poikilotermik, suhu tubuhnya mengikuti suhu lingkungan. Bagi hewan akuatik, suhu media air merupakan faktor pembatas , oleh karena itu perubahan suhu media air akan mempengaruhi kandungan Oksigen terlarut, yang akan berakibat pada laju pernafasan dan laju metabolisme hewan akuatik tersebut
Tujuan dari praktikum ini adalah untuk mengetahui perubahan suhu dingin media air terhadap membuka & menutup operculum benih ikan mas yang secara tidak langsung ingin mengetahui laju pernafasan ikan tersebut.
II. ALAT & BAHAN
Dalam pelaksanaan praktikum ini digunakan alat-alat dan bahan sebagai berikut :
2.1. Alat :
Beaker glass sebagai ikan untuk ikan yang akan diamati
Wadah plastic sebagi tempat ikan sebelum dan setelah diamati
Freezer sebagai tempat pembuat es batu
Palu / martil untuk memecah bongkahan es batu
Termometer Hg / alcohol untuk mengukur suhu air
Hand counter untuk menghitung bukaan operculum
Timer / stopwatch untuk mengamati waktu
2.2. Bahan :
Benih ikan mas sebanyak 10 ekor
Stok es balok untuk mengubah suhu air sesuai perlakuan
III. CARA KERJA
Dalam percobaan ini langkah-langkah yang harus diperhatikan antara lain :
1. Siapkan sebuah beaker glass 1000 ml sebagai wadah perlakuan dan dua wadah plastik sebagai tempat ikan yang belum dan yang sudah diamati
2. Ambil sebanyak 10 ekor benih ikan mas dari akuarium stok, lalu masukkan ke dalam salah satu wadah plastic yang telah diberi media air.
3. Isi beaker glass dengan air secukupnya ( ± ½ volumenya ), lalu ukur suhunya dengan thermometer dan catat hasilnya.
4. Pengamatan akan dilakukan dengan tiga perlakuan yaitu :
a. T1 = untuk suhu kamar ( …. ± 0,5 ºC)
b. T2 = untuk suhu 3 ºC di bawah suhu kamar
c. T3 = untuk suhu 6 ºC di bawah suhu kamar
5.Masukkan satu persatu ikan uji ke dalam beaker glass yang sudah diketahui suhunya (perlakuan a) kemudian hitung banyaknya membuka & menutup operculum ikan tersebut selama satu menit dengan menggunakan hand counter dan stop watch sebagai penunjuk waktu dan diulang sebanyak tiga kali untuk masing –masing ikan. Data yang diperoleh dicatat pada kertas lembar kerja yang telah tersedia.
6 Setelah selesai dengan ikan uji pertama dilanjutkan dengan ikan uji berikutnya sampai ke sepuluh ikan tersebut teramati. Ikan yang telah diamati dimasukkan ke dalam wadah plastik lain yang telah disediakan
7 Setelah selesai dengan perlakuan a, dilanjutkan dengan perlakuan b dengan mengatur suhu air pada beaker glass agar sesuai dengan suhu yang diinginkan dengan cara menambah es balok yang telah dipecahkan dengan palu sedikit demi sedikit. Usahakan saat pengamatan berlangsung suhu air naik pada kisaran toleransi ± 0,5 ºC. Pengamatan selanjutnya sama seperti pada point 5.
8 Setelah selesai dengan perlakuan b, dilanjutkan dengan perlakuan c dengan mengatur suhu air pada beaker glass agar sesuai dengan suhu yang diinginkan dengan cara menambah es balok yang telah dipecahkan dengan palu sedikit demi sedikit. Usahakan pada saat pengamatan berlangsung suhu air naik pada kisaran toleransi ± 0,5 ºC. Pengamatan selanjutnya sama seperti pada point 5.
9 Data hasil pengamatan ditabulasi seperti tabel di bawah ini :
IV. HASIL DAN PEMBAHASAN
4.1. Hasil Pengamatan
Tabel 1. : Banyaknya bukaan operculum benih ikan mas Pada suhu Kamar
Ikan ke :
Ulangan
Rata-rata
I
II
III
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Tabel 2. : Banyaknya bukaan operculum benih ikan mas Pada suhu 3 º C di bawah
Suhu Kamar
Ikan ke :
Ulangan
Rata-rata
I
II
III
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Tabel 3. : Banyaknya bukaan operculum benih ikan mas Pada suhu 6 º C di bawah
Suhu Kamar
Ikan ke :
Ulangan
Rata-rata
I
II
III
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
4.2. Pembahasan :
diharapkan mahasiswa setelah melakukan percobaan ini, bisa membahas hasil yang diperoleh membandingkannya dengan landasan teori yang telah diberikan sebelumnya. Bagaimanapun hasilnya (nilai angka yang diperoleh) merupakan nilai angka yang valid, asalkan mengikuti kaidah-kaidah yang telah ditentukan.
V. KESIMPULAN
Berikan kesimpulan dari hasil pengamatan yang didapat
VI. DAFTAR PUSTAKA
Tuliskan refernsi yang menunjang kegiatan praktikum ini
PRAKTIKUM 3
PENGHITUNGAN NILAI HEMATOKRIT PADA IKAN MAS
I. PENDAHULUAN
Hematokrit adalah volume sel darah yang dimampatkan atau Picked Cell Volume (PCV). Apabila darah disentrifuge maka akan terbagi ke dalam dua bagian besar yaitu sel darah dan plasma darah. Sel darah terdiri dari sel darah merah (eritrosit), sel darah putih (leukosit) dan keeping darah (trombosit) sedangkan plasma darah merupakan bagian cairan darah terdiri dari air protein, garam anorganik dan substansi organic bukan protein.
Penghitungan nilai hematokrit yaitu setelah darah diproses seperti yang akan dijelaskan di dalam percobaan ini, dibaca dalam “Reading Chart Hematocrit “ dalam satuan %.
Tujuan dari praktikum ini adalah untuk bisa menghitung nilai hematokrit dari ikan mas
II. ALAT DAN BAHAN
Dalam praktikum ini digunakan alat-alat dan bahan sebagai berikut :
2.1. Alat
1. Timbangan, untuk menimbang bobot tubuh ikan uji
2. Diseccting Kit, untuk mmbedah ikan uji
3. Penjepit arteri, untuk menjepit bagian saluran darah aorta ventralis
4. Pipa kapiler heparinized, untuk memampung sampel darah segar
5. Sentrifuge hematokrit
6. Wax/malam lilin untuk menyumbat salah satu ujung pipa kapiler yang telah berisi darah segar
7. “Hematocrit reading chart” papan pembaca nilai hematokrit (%)
2.1. Bahan
Bahan yang digunakan dalam praktikum ini adalah ikan mas ukuran konsumsi (± 100 g)
III. CARA KERJA
Prosedur pengerjaan yang dilakukan dalam praktikum ini adalah sebagai berikut :
Setelah diambil salah satu ikan uji dari akuarium stok, ikan ditimbang lalu dicatat bobotnya
pegang ikan uji dengan tangan kiri (kepala menghadap ke arah muka kita), tusuk bagian anterior kepala ikan dengan sonde tepat di bagian otak depan, hingga terasa ada rongga, putar sonde perlahan-lahan sehingga otaknya rusak dan ikan akan pingsan
Bedah ikan pada bagian dekat insang dan sebagian perut bagian anterior, hingga terlihat organ jantung yang berdenyut secara teratur (exposed organ jantung dengan sinus venosus yang terlihat pucat)
Dengan menggunakan penjepit arteri, jepit aorta ventralis lalu biarkan beberapa saat hingga sinus venosus terisi penuh oleh darah
Putuskan dengan menggunakan guntung, lalu siapkan dan dekatkan salah satu ujung pipa kapiler sambil dibuka penjepit arteri secara perlahan-lahan dan hati-hati tampung darah dalam pipa kapiler tersebut sampai ± ¾ volumenya.
Agar heparin yang terdapat dalam dinding sebelah dalam pipa kapiler tercampur secara homogen, maka pipa kapiler yang telah berisi darah segar tersebut digoyang dengan hati-hati ke kiri dan kanan serta diputar. Tanda bahwa darah sudah tercampur secara homogen dengan heparin, darah tidak membeku, bisa bergerak disepanjang kolom pipa kapiler.
Tutup salah satu ujungnya dengan menacapkan secara tegak lurus pada lapisan malam lilin/wax yang telah disediakan
Siapkan sentrifuge hematokrit, lalu letakkan secara seimbang antara masing-masing ppa kapiler (jangan terbalik meletakkan ujung pipa kapiler yang bertutup)
Sentrifuge selama 4 menit pada kecepatan 12.000 rpm
Setelah selesai disentrifuge, letakkan pipa kapiler yang sudah terbagi dua bagian besar darah tersebut (plasma dan sel darah) pada “ Hematocrit Reading Chart” lalu sesuaikan ketinggian plasma sebagai batas atas dan dasar sel darah sebagai batas bawah, lalu tentukan dan baca nilai hematokrit pada batas atas dari sel darah (dalam %)
Setelah selesai dibaca, kumpulkan pipa kapiler bekas tersebut dalam wadah terpisah agar tidak membahayakan, serahkan kepada laboran agar bisa dibuang pada tempat yang semestinya
IV. PENYAJIAN DATA
Data yang diperoleh selama kegiatan praktikum ini, selanjutnya disajikan dlam bentuk tabel (data kelas) berikut ini :
Kelompok
Bobot ikan (g)
Nilai Hematokrit (%)
Ikan mas
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
PRAKTIKUM 4
PENGHITUNGAN NILAI HEMATOKRIT PADA IKAN LELE
I. PENDAHULUAN
Hematokrit adalah volume sel darah yang dimampatkan atau Picked Cell Volume (PCV). Apabila darah disentrifuge maka akan terbagi ke dalam dua bagian besar yaitu sel darah dan plasma darah. Sel darah terdiri dari sel darah merah (eritrosit), sel darah putih (leukosit) dan keeping darah (trombosit) sedangkan plasma darah merupakan bagian cairan darah terdiri dari air protein, garam anorganik dan substansi organic bukan protein.
Penghitungan nilai hematokrit yaitu setelah darah diproses seperti yang akan dijelaskan di dalam percobaan ini, dibaca dalam “Reading Chart Hematocrit “ dalam satuan %.
Tujuan dari praktikum ini adalah untuk bisa menghitung nilai hematokrit dari ikan lele
II. ALAT DAN BAHAN
Dalam praktikum ini digunakan alat-alat dan bahan sebagai berikut :
2.1. Alat
1. Timbangan, untuk menimbang bobot tubuh ikan uji
2. Diseccting Kit, untuk membedah ikan uji
3. talenan kayu
4. Pipa kapiler heparinized, untuk memampung sampel darah segar
5. Sentrifuge hematokrit
6. Wax/malam lilin untuk menyumbat salah satu ujung pipa kapiler yang telah berisi darah segar
7. “Hematocrit reading chart” papan pembaca nilai hematokrit (%)
2.1. Bahan
Bahan yang digunakan dalam praktikum ini adalah ikan lele ukuran konsumsi (± 100 g)
III. CARA KERJA
Prosedur pengerjaan yang dilakukan dalam praktikum ini adalah sebagai berikut :
Setelah diambil salah satu ikan uji dari akuarium stok, ikan ditimbang lalu dicatat bobotnya
Timbang ikan uji, sehingga diketahi bobotnya dan catat
Bungkus bagian kepala ikan uji dengan menggunakan lap tangan, agar durinya tidak melukai tangan letakkan dlam talenan
Potong ujung pangkal ekornya lalu darah segar yang mengalir ditampung dengan pipa kapiler dengan cara menempatkan salah satu ujung pipa ke sumber darah segar tersebut secara perlahan-lahan dan dengan hati-hati tampung darah dalam pipa kapiler tersebut sampai ± ¾ volumenya.
Agar heparin yang terdapat dalam dinding sebelah dalam pipa kapiler tercampur secara homogen, maka pipa kapiler yang telah berisi darah segar tersebut digoyang dengan hati-hati ke kiri dan kanan serta diputar. Tanda bahwa darah sudah tercampur secara homogen dengan heparin, darah tidak membeku, bisa bergerak disepanjang kolom pipa kapiler.
Tutup salah satu ujungnya dengan menacapkan secara tegak lurus pada lapisan malam lilin/wax yang telah disediakan
Siapkan sentrifuge hematokrit, lalu letakkan secara seimbang antara masing-masing ppa kapiler (jangan terbalik meletakkan ujung pipa kapiler yang bertutup)
Sentrifuge selama 4 menit pada kecepatan 12.000 rpm
Setelah selesai disentrifuge, letakkan pipa kapiler yang sudah terbagi dua bagian besar darah tersebut (plasma dan sel darah) pada “ Hematocrit Reading Chart” lalu sesuaikan ketinggian plasma sebagai batas atas dan dasar sel darah sebagai batas bawah, lalu tentukan dan baca nilai hematokrit pada batas atas dari sel darah (dalam %)
Setelah selesai dibaca, kumpulkan pipa kapiler bekas tersebut dalam wadah terpisah agar tidak membahayakan, serahkan kepada laboran agar bisa dibuang pada tempat yang semestinya
IV. PENYAJIAN DATA
Data yang diperoleh selama kegiatan praktikum ini, selanjutnya disajikan dlam bentuk tabel (data kelas) berikut ini :
Kelompok
Bobot ikan (g)
Nilai Hematokrit (%)
Ikan lele
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
PRAKTIKUM 5
PENGARUH NIKOTIN DAN ALKOHOL TERHADAP
LAJU ALIR DARAH IKAN MAS
I. PENDAHULUAN
Pengukuran yang paling sering dilakukan dalam penelitian system sirkulasi darah adalah tekanan dan aliran. Dalam percobaan ini akan dibuktikan bagaimana pengaruh alcohol yang bersifat fasa dilatasi dan nikotin yang bersifat fasa konstriksi akan mempengaruhi laju alir darah.
Tujuan dari percobaan ini adalah mengamati pengaruh penambahan larutan alcohol dan nikotin pada pembuluh arteri atau vena sirip ekor benih ikan mas terhadap laju alir darah dibandingkan dengan penambahan aquades sebagai control.
II. ALAT DAN BAHAN
2.1. Alat
Mikroskop
Petridish
Hand counter
Beaker glass
stop watch / jam tangan
pipet tetes
2.2. Bahan
Benih ikan mas
Aquades
Larutan alcohol 70%
Lrutan nikotin
Kapas
III. CARA KERJA
Siapkan mikroskop dalam posisi sudah focus
Ambil seekor ikan mas, letakkan dalam petridish, tutupi insangnya dengan kapas basah, lalu amati aliran darah pada bagian sirip ekor akan terlihat beberapa macam pembuluh darah, lalu gambar !
Basahi sirip ekor dengan aquades lalu hitung berapa jumlah aliran darah permenit yang melalui satu tempat tertentu, ulangi sebanyak tiga kali
Setelah selesai point 3, teteskan larutan nikotin secukupnya pada sirip ekor ikan mas lalu amati dan hitung berapa jumlah aliran darah permenit yang melalui satu tempat tertentu, ulangi sebanyak tiga kali
Setelah selesai point 4, bilas sirip ekor ikan dengan aquades agar terbebas dari pengaruh nikotin, lalu teteskan alcohol 70% secukupnya pada sirip ekor ikan tersebut lalu amati dan hitung berapa jumlah aliran darah permenit yang melalui satu tempat tertentu, ulangi sebanyak tiga kali
Point 2 s/d 5 diulangi pada ikan lain sebanyak 10 ekor
IV HASIL
Data ditampilkan dalam bentuk tabel berikut ini :
Ikan
No
Aquades
Rata-rata
Nikotin
Rata-rata
Alkohol
Rata-rata
Menit ke -
Menit ke -
Menit ke -
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Jumlah
Jumlah
Jumlah
Rata-rata
Rata-rata
Rata-rata
PRAKTIKUM 6
KONSUMSI OKSIGEN
PADA IKAN MAS
I. PENDAHULUAN
Ikan merupakan hewan poikiloterm, suhu tubuhnya akan menyesuaikan diri dengan suhu lingkungannya. Suhu media air akan mempengaruhi kandungan oksigen terlarut yang akan berakibat terhadap proses respirasi ikan.
Ikan mas merupakan salah satu jenis ikan yang sensitif terhadap kandungan oksigen terlarut dalam media air tempat hidupnya.
Tujuan dari percobaan ini adalah akan menghitung konsumsi oksigen ikan mas yang sensitive terhadap kadar oksigen terlarut di media hidupnya.
II. ALAT DAN BAHAN
2.1. Alat
Wadah plastik, untuk tempat percobaan
DO meter atau seperangkat alat titrasi dengan metode Winkler
Jam tangan, untuk penunjuk waktu
Timbangan, untuk mengukur bobot ikan
Cling wrap, bahan pelapis/penutup terbuat dari plastik
2.2. Bahan
Ikan mas
Reagen untuk titrasi oksigen terlarut dengan metode Winkler
III. CARA KERJA
Siapkan wadah plastic yang telah diisi air penuh
Ukur oksigen terlarutnya dengan menggunakan DO meter atau titrasi metode Winkler, catat hasilnya.
Timbang ikan, lalu catat bobotnya
Masukkan ikan dengan hati-hati tanpa ada air yang memercik
Tutup wadah percobaan dengan cling wrap, agar tidak ada kontak dngan udara luar
Wadah percobaan dibiarkan selama 60 menit
Setelah selesai, pentup plastik dibuka, ikan dipindahkan secara hati-hati , jangan sampai terjadi percikan air, lalu ukur oksigen terlarut pada media air wadah percobaan tersebut dengan menggunakan DO meter atau titrasi metode Winkler, catat hasilnya.
DO awal - DO akhir adalah konsumsi oksigen ikan tersebut
IV. HASIL
Hasil pengamatan dibuat dalam bentuk tabel berikut ini (data kelas) :
No.
Bobot Ikan (g)
DO awal
(mg/l)
DO akhir
(mg/l)
Konsumsi O2
(mg/l)
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
PRAKTIKUM 7
KONSUMSI OKSIGEN
PADA IKAN LELE
I. PENDAHULUAN
Ikan merupakan hewan poikiloterm, suhu tubuhnya akan menyesuaikan diri dengan suhu lingkungannya. Suhu media air akan mempengaruhi kandungan oksigen terlarut yang akan berakibat terhadap proses respirasi ikan.
Ikan lele merupakan salah satu jenis ikan yang kurang lastice terhadap kandungan oksigen terlarut dalam media air tempat hidupnya, sehingga tahan terhadap kandungan oksigen terlarut yang rendah.
Tujuan dari percobaan ini adalah akan menghitung konsumsi oksigen, jenis ikan yang punya alat bantu pernafasan
II. ALAT DAN BAHAN
2.1.Alat
Wadah lastic, untuk tempat percobaan
DO meter atau seperangkat alat titrasi dengan metode Winkler
Jam tangan, untuk penunjuk waktu
Timbangan, untuk mengukur bobot ikan
Cling wrap, bahan pelapis/penutup terbuat dari lastic
2.2. Bahan
1 .Ikan lele
2. Reagen untuk titrasi oksigen terlarut dengan metode Winkler
III. CARA KERJA
Siapkan wadah plastic yang telah diisi air penuh
2. Ukur oksigen terlarutnya dengan menggunakan DO meter atau titrasi metode Winkler, catat hasilnya.
3 Timbang ikan, lalu catat bobotnya
4 Masukkan ikan dengan hati-hati tanpa ada air yang memercik
5 Tutup wadah percobaan dengan cling wrap, agar tidak ada kontak dngan udara luar
6 Wadah percobaan dibiarkan selama 60 menit
7 Setelah selesai, pentup lastic dibuka, ikan dipindahkan secara hati-hati , jangan sampai terjadi percikan air, lalu ukur oksigen terlarut pada media air wadah percobaan tersebut dengan menggunakan DO meter atau titrasi metode Winkler, catat hasilnya.
8 DO awal - DO akhir adalah konsumsi oksigen ikan tersebut
IV. HASIL
Hasil pengamatan dibuat dalam bentuk tabel berikut ini (data kelas) :
No.
Bobot Ikan (g)
DO awal
(mg/l)
DO akhir
(mg/l)
Konsumsi O2
(mg/l)
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
PRAKTIKUM 8
PENGHITUNGAN SEL DARAH MERAH DAN SEL DARAH PUTIH
PADA IKAN MAS
I. PENDAHULUAN
Darah terdiri dari plasma yang merupakan cairan darah dan sel darah yang terdiri dari sel darah merah (eritrosit), sel darah putih ( leukosit) dan keping darah (trombosit)
Tujuan dari percobaan ini adalah menghitung jumlah sel darah merah dan sel darah putih ikan mas
II.ALAT DAN BAHAN
2.1. Alat :
Haemacytometer (terdiri dari kamar hitung tipe “improved Neubauer” dan pipet Thomma)
Mikroskop
Hand counter
Diseccting kit
pipet tetes
cover glass
2.2. Bahan :
Ikan mas
Larutan Hayem”s
Larutan Turk
Alkohol
III. CARA KERJA
Penghitungan Sel Darah Merah
- Siapkan mikroskop dengan perbesaran tertentu (40x) , lalu letakkan haemacytometer tipe “Improved Neubauer” di bawah mikroskop,amati sampai terlihat kotak-kotak kecil baik untuk tempat pernghitungan SDM maupun SDP
- Tempatkan ikan uji pada wadah lalu lukai bagian pangkal ekornya dengan pisau bedah
- Darah yang keluar segera dihisap dengan pipet Thomma sebatas skala 0,5 dan dihentikan penghisapan dengan menekan ujung lidah ke ujung karet penghisap, kemudian ditambah larutan Hayem”s sampai skala 101
- Karet penghisap dilepaskan dari pipet dan kedua ujung pipet ditekan denga ibu jari dan telunjuk agar cairan tidak keluar, selanjutnya digerakkan dengan arah memutar selama 3 menit agar merata
- Tetesi kamar hitung dengan cairan darah tadi melalui parit haemacytometer, biarkan beberapa saat, kemudian dilakukan penghitungan dengan menggunakan hand counter
- Untuk sel darah merah dilakukan dengan menghitung ke lima kotak di bagian sudut dan hitung persel kotak kemudian dijumlah dan dibagi lima untuk rata-ratanya. Faktor pengali 200 x 10 x 25 = 50.000 yang harus dikalikan dengan jumlah rata-rata sel darah merah tersebut yang merupakan jumlah SDM per ml darah
Penghitungan Sel Darah Putih
- Siapkan mikroskop dengan perbesaran tertentu (40x) , lalu letakkan haemacytometer tipe “improved Neubauer” di bawah mikroskop,amati sampai terlihat kotak-kotak kecil baik untuk tempat pernghitungan SDM maupun SDP
- Tempatkan ikan uji pada wadah lalu lukai bagian pangkal ekornya dengan pisau bedah
- Darah yang keluar segera dihisap dengan pipet Thomma sebatas skala 0,5 dan dihentikan penghisapan dengan menekan ujung lidah ke ujung karet penghisap, kemudian ditambah larutan Turk sampai skala 11
- Karet penghisap dilepaskan dari pipet dan kedua ujung pipet ditekan denga ibu jari agar cairan tidak keluar, selanjutnya digerakkan dengan arah memutar selama 3 menit agar merata
- Tetesi kamar hitung dengan cairan darah tadi melalui parit haemacytometer, biarkan beberapa saat, kemudian dilakukan penghitungan dengan menggunakan hand counter
- Untuk sel darah putih dilakukan dengan menghitung ke empat kotak di bagian sudut dan hitung persel kotak kemudian dijumlah dan dibagi empat untuk rata-ratanya. Faktor pengali 20 x 16 x 10 = 3200 yang harus dikalikan dengan jumlah rata-rata jumlah sel darah merah tersebut yang merupakan jumlah SDP per ml darah
PRAKTIKUM 9
PENGHITUNGAN SEL DARAH MERAH DAN SEL DARAH PUTIH
PADA IKAN LELE
I. PENDAHULUAN
Darah terdiri dari plasma yang merupakan cairan darah dan sel darah yang terdiri dari sel darah merah (eritrosit), sel darah putih ( leukosit) dan keping darah (trombosit)
Tujuan dari percobaan ini adalah menghitung jumlah sel darah merah dan sel darah putih ikan mas
II.ALAT DAN BAHAN
2.1. Alat :
1. Haemacytometer ( kamar hitung tipe “Improved Neubaeur” dan pipet Thomma)
2. Mikroskop
3. Hand counter
4. Diseccting kit
5. Pipet tetes
6. cover glass
2.2. Bahan :
1. Ikan lele
2. Larutan Hayem”s
3. Larutan Turk
4. Alkohol
III. CARA KERJA
A Penghitungan Sel Darah Merah
- Siapkan mikroskop dengan perbesaran tertentu (40x) , lalu letakkan haemacytometer tipe “Improved Neubauer” di bawah mikroskop,amati sampai terlihat kotak-kotak kecil baik untuk tempat pernghitungan SDM maupun SDP
- Tempatkan ikan uji pada wadah lalu lukai bagian pangkal ekornya dengan pisau bedah
- Darah yang keluar segera dihisap dengan pipet Thomma sebatas skala 0,5 dan dihentikan penghisapan dengan menekan ujung lidah ke ujung karet penghisap, kemudian ditambah larutan Hayem”s sampai skala 101
- Karet penghisap dilepaskan dari pipet dan kedua ujung pipet ditekan denga ibu jari dan telunjuk agar cairan tidak keluar, selanjutnya digerakkan dengan arah memutar selama 3 menit agar merata
- Tetesi kamar hitung dengan cairan darah tadi melalui parit haemacytometer, biarkan beberapa saat, kemudian dilakukan penghitungan dengan menggunakan hand counter
- Untuk sel darah merah dilakukan dengan menghitung ke lima kotak di bagian sudut dan hitung persel kotak kemudian dijumlah dan dibagi lima untuk rata-ratanya. Faktor pengali 200 x 10 x 25 = 50.000 yang harus dikalikan dengan jumlah rata-rata sel darah merah tersebut yang merupakan jumlah SDM per ml darah
B Penghitungan Sel Darah Putih
- Siapkan mikroskop dengan perbesaran tertentu (40x) , lalu letakkan haemacytometer tipe “improved Neubauer” di bawah mikroskop,amati sampai terlihat kotak-kotak kecil baik untuk tempat pernghitungan SDM maupun SDP
- Tempatkan ikan uji pada wadah lalu lukai bagian pangkal ekornya dengan pisau bedah
- Darah yang keluar segera dihisap dengan pipet Thomma sebatas skala 0,5 dan dihentikan penghisapan dengan menekan ujung lidah ke ujung karet penghisap, kemudian ditambah larutan Turk sampai skala 11
- Karet penghisap dilepaskan dari pipet dan kedua ujung pipet ditekan denga ibu jari agar cairan tidak keluar, selanjutnya digerakkan dengan arah memutar selama 3 menit agar merata
- Tetesi kamar hitung dengan cairan darah tadi melalui parit haemacytometer, biarkan beberapa saat, kemudian dilakukan penghitungan dengan menggunakan hand counter
- Untuk sel darah putih dilakukan dengan menghitung ke empat kotak di bagian sudut dan hitung persel kotak kemudian dijumlah dan dibagi empat untuk rata-ratanya. Faktor pengali 20 x 16 x 10 = 3200 yang harus dikalikan dengan jumlah rata-rata jumlah sel darah merah tersebut yang merupakan jumlah SDP per ml darah
PRAKTIKUM
GENETIKA POPULASI
Kelompok :………………... Tanggal :………………
Nama : 1…………………………
2…………………………
3…………………………
p(A) = 0,5 dan q(a) = 0,5
♂ : Kancing …………..: - Warna ………………..: A
- Warna ………………..: a
♀ : Kancing …………..: - Warna ………………..: A
- Warna ………………..: a
Kotak Punnet :
AA = ……
Aa = ……
Aa = ……
------------------
∑ = ……
Frekuensi Alel : f (A) = …………….
f (a) = …………….
Frekuensi Gen : f (AA) = …………….
f (Aa) = …………….
f (aa) = …………….
PRAKTIKUM
GENETIKA POPULASI
Kelompok :………………... Tanggal :………………
Nama : 1…………………………
2…………………………
3…………………………
p(A) = 0,75 dan q(a) = 0,25
♂ : Kancing …………..: - Warna ………………..: A
- Warna ………………..: a
♀ : Kancing …………..: - Warna ………………..: A
- Warna ………………..: a
Kotak Punnet :
AA = ……
Aa = ……
Aa = ……
------------------
∑ = ……
Frekuensi Alel : f (A) = …………….
f (a) = …………….
Frekuensi Gen : f (AA) = …………….
f (Aa) = …………….
f (aa) = …………….
sumber
https://sitiaminah2006.blogspot.com/2016/03/modul-petunjuk-praktikum-fisiologi.html
No comments:
Post a Comment